book_cover_img The Korean Society of Marine Life Science Journal of Marine Life Science eISSN 2508-7134
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Year of Launching : 2016
Frequency : Twice a year (June 15, December 15)
Doi Prefix : 10.23005/ksmls.

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ISSN : (Print)
ISSN : 2508-7134(Online)
Journal of Marine Life Science Vol.10 No.1 pp.34-45
DOI : https://doi.org/10.23005/ksmls.2025.10.1.34

Stress Response of Nile Tilapia (Oreochromis niloticus ) to Vibration Stimulation

Suk Bin Moon, Da Bin Jin, Huirong Lv, Jung Yeol Park, Jun Wook Hur*
Department of Aquaculture and Aquatic Science, Kunsan National University, Gunsan 54150, Republic of Korea
Corresponding Author Jun Wook Hur E-mail : junwhur@kunsan.ac.kr
April 15, 2025 ; May 26, 2025 ; June 5, 2025

Abstract


This study aimed to stress responses of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to vibration stimulation by blood analysis (cortisol, glucose, lactic acid, aspartate aminotransferase (AST), alanine aminotransferase (ALT), total protein (TP), red blood cell (RBC), hemoglobin (Hb), hematocrit (Ht), tissues (liver, kidney, intestine) and growth. The experiment was conducted over 28 days using Nile tilapia (mean total length: 11.7±0.4 cm, mean body weight: 23.4±3.7 g). The experimental groups included a control group, T1 (10:00, 19:00), and T2 (10:00, 13:00, 16:00, 19:00) with vibration stimulation for 1 hour each. Blood, liver, kidney and intestine samples were collected for testing at 0, 7, 14, 21 and 28 days of exposure. Plasma cortisol levels was T2 group was significantly higher than that of the other experimental group after 28 days exposure. Lactic acid levels were significantly higher in the T2 group than in other groups after 14 days of exposure. Vibration stress influenced liver function, as indicated by significantly increased plasma ALT and AST levels in the T2 group throughout the experimental period. Plasma TP levels exhibited an increasing trend over the experimental period in the group subjected to vibration. Hematological analysis showed significant increases in red blood cells, hemoglobin and hematocrit levels at T1. As a result of tissue observation, in T2, liver tissue showed congestion and dilation of blood sinusoids, hypertrophy, infiltration, and vacuolization. In the kidney, an increase in melanomacrophages, interstitial edema, and necrosis in the intestine were observed. Vibration stimulation level increased, the final total length, final body weight, growth rate for body weight (GRW), specific growth rate (SGR), and feed efficiency (FE) of fish were decreased compared with the control group.


Nile tilapia , Vibration , Stress , Blood , Tissue , Growth

진동자극에 따른 틸라피아(Oreochromis niloticus)의 스트레스 반응

문석빈, 진다빈, Huirong Lv, 박중열, 허준욱*
국립군산대학교 해양생명과학과

초록


진동자극에 따른 틸라피아(Oreochromis niloticus)의 스트레스 반응에 대한 기초자료를 얻고자, 혈액[(cortisol, glucose, lactic acid, aspartate aminotransferase (AST), alanine aminotransferase (ALT), total protein (TP), red blood cell (RBC), hemoglobin (Hb), hematocrit (Ht), 조직(liver, kidney, intestine) 및 성장을 분석하였다. 실험어류는 틸라피아(평균 전장 11.7±0.4 cm, 평균 체중 23.4±3.7 g)를 사용하였으며, 28일 동안 실험을 진행하였다. 실험구는 대조구, T1(10:00, 19:00), T2(10:00, 13:00, 16:00 19:00)로 각각 1시간씩 진동을 주었다. 혈액, 혈장, 간, 신장 및 장 샘플은 진동 노출 후 0, 7, 14, 21 및 28일에 채취하여 분석하였다. 혈장 코티졸 농도는 21일째 대조구와 T1에서 유의하게 높았으나, 28일째 감소하였다. 반면에, T2에서는 28일째 다른 실험군보다 유의하게 높아졌다. 젖산은 14일째 T2에서 다른 실험구에 비해 유의하게 높아졌다. 혈장 AST 및 ALT는 T2에서 실험기간동안 유의적으로 높아졌다. T1과 T2는 실험 기간 동안 혈장 TP가 증가하였다. T1은 28일째 다른 실험구에 비해 RBC, Hb 및 Ht가 유의하게 높아졌다. 조직관찰 결과, T2에서 간조직은 혈액 정맥동의 울혈 및 확장, 비대, 침윤, 공포화, 신장에서는 흑색 대식세포 증가, 간질 부종 및 장에서 괴사가 관찰되었다. 성장은 진동 자극 횟수가 증가함에 따라 최종 무게(final body weight), 체중성장률(growth rate for body weight, GRW), 일일성장률(specific growth rate, SGR) 및 사료효율(feed efficiency, FE)이 대조군에 비해 감소하였으나 유의적인 차이는 보이지 않았다.


틸라피아 , 진동 , 스트레스 , 혈액 , 조직 , 성장

    서 론

    최근 산업화로 인한 각종 도로공사 및 터널공사 등이 빈번하게 발생하고 있다(Choi et al., 2015). 도로공사의 경우, 산을 뚫어서 터널과 연결하는 방법을 많이 사용하기 때문에 공사과정에서 발파(blasting) 및 코아드릴(core drill) 작업 등이 수시로 이루어진다(Ok, 2000). 이러한 건설작업은 진행 기간 동안 지속적인 소음(noise)과 진동(vibration)을 발생시켜 주변의 양식생물에 게스트레스 요인으로 작용할 수 있다(Kim et al., 2018). 소음과 진동은 인근 지역에 서식하는 수생동물뿐만 아니라 인간에게도 영향을 주는 것으로 보고되고 있다(Brown and Kamp, 2017). 인위적인 소음과 진동에 관한 수생동물의 피해는 초기에 해양 포유류에서 주로 연구가 이루어졌으나(Jones, 2019), 점진적으로 어류, 무척추동물 등으로 확장되었으며, 해수어류뿐만 아니라 담수어류에 미치는 영향에 관해서도 연구가 이루어지고 있다 (Mickle and Higgs, 2018;Di Franco et al., 2020).

    어류에서 소리는 부레의 유무와 내이에서 멀리 떨어져 있을수록 인지력이 감소되며(Popper et al., 2022), 부레가 없는 어류 (가자미류, 연골어류)는 내이와 측선을 이용하여 감지하는 것으로 알려져 있다(Park and Yoon, 2017). 이처럼 어류의 청력역치(hearing threshold)는 부레의 존재, 형태 및 내이와의 거리에 따라서 밀접한 관계가 있다(Popper and Fay, 2011).

    인위적인 수중 소음 및 진동은 어류의 청각과 감지능력을 저하시키고, 반응의 민감도를 낮추어 행동에 장애를 일으킬 수 있다(Spiga et al., 2017). Halvorsen et al. (2012)는 항타기(pile-driving)와 같은 인위적 소음이 lake sturgeon (Acipenser fulvescens)와 틸라피아(Oreochromis niloticus)의 간과 부레에 영향을 미쳤다고 보고하였다. 도시에서 발생하는 소음과 선박 운행 중 발생하는 소음 및 수중 소음을 장기간 노출 시, 아가미 호흡률(opercula beat rate, OBR)과 가슴지느러미 속도(pectoral wing rates, PWR)를 증가시키고, 틸라피아의 성장을 감소시켰다고 보고하였다(Kusku, 2020;Kusku et al., 2020). 이와 같이 양식어류에서 사육과정 중 발생하는 진동은 스트레스로 작용하여 성장 및 생리적 장애로 이어져 심각할 경우 폐사에 이를 수 있다(Li et al., 2023). 스트레스에 노출된 어류는 혈액성상과 같은 생리적 변화를 일으킬 수 있다 (Witeska et al., 2022). 혈액성상에는 적혈구 수(red blood cell, RBC), 헤모글로빈(hemoglobin, Hb), 헤마토크리트(hematocrit, Ht)가 포함되며, 이는 어류의 건강도 평가를 위한 중요한 지표로 사용된다(Ahmed et al., 2020). 어류가 스트레스를 받을 경우, 1차적으로 코티졸(cortisol) 농도 증가와 같은 내분비학적 변화를 유발하고, 2차적으로 삼투압조절, 면역 기능(글루코스와 젖산 농도의 증가, 항체 생성 등)과 같은 대사 변화가 발생한다. 3차 반응에는 어류의 성장, 질병 저항성 및 행동패턴의 변화로 이어진다고 보고되었다(Lemos et al., 2023).

    양식환경에서 소음 및 진동에 따른 생리학적 반응에 대한 보고는 대부분 저서성 어류인 뱀장어(Anguilla japonica), 메기 (Silurus asotus) 및 자라(Pelodiscus sinensis)에서 연구가 보고 되어 있지만(Hur et al., 2009;Hur et al., 2015;Kim et al., 2018), 양식어류 중 유영성 어종을 대상으로 진행한 연구는 미흡한 실정이다.

    따라서 본 연구는 진동자극에 따른 틸라피아의 스트레스 반응에 대한 기초자료를 얻고자, 1차 스트레스 반응 항목으로는 혈장 코티졸, 2차 스트레스 반응 항목으로는 혈액(glucose, lactic acid, AST, ALT, TP, RBC, Hb 및 Ht), 3차 스트레스 반응 항목으로는 조직 및 성장을 조사하였다.

    재료 및 방법

    1. 실험어류 및 사육관리

    틸라피아는 국립군산대학교 양어장에서 사육하고 있는 평균 전장 11.7±0.4 cm, 평균 중량 23.4±3.7 g을 사육실로 운반하여 7일간 안정을 시킨 후에 실험을 진행하였다. 사육수는 각 실험수조 (35.0×60.0×35.0 cm, 74.0 L, 사각형 FRP 수조)에서 여과조로 이동한 뒤, 다시 펌프를 통해 각 실험수조에 공급하였다. 실험수조는 사육실 내 수조 9개에 틸라피아 20마리씩 3반복으로 수용하였으며, 수온은 22.1±0.1℃로 유지하였으며, 광주기는 10L:14D (09:00, 19:00)로 조절하였다. 사료는 조단백질 40.0% 이상, 조지방 8.0% 이상, 조섬유 4.0% 이하, 조회분 18.0% 이하, 칼슘 1.0% 이상, 인 1.8% 이하, 수분 14.0% 이하를 사용하였다(골드탑 1호, Sajo Dongaone, Seoul, Korea). 사료공급은 1일 2회(09:00, 18:00) 어체중의 1%를 28 일간 공급하였다. 각 수조의 수온, 용존산소, pH, 및 암모니아 변화는 수질측정기(YSI professional plus Multiparameter Instrument, Ohio, USA)로 매일 사료공급전(09:00, 18:00)에 2번 측정하였다(Table 1).

    2. 진동자극 방법 및 실험구

    사육 수조 벽면에 각각 진동기(DMMV-05B, Dong Myung Vibro, Gyeonggi-do, Korea)를 부착한 후, 진동기 컨트롤러(Feeder Controller, Dong Myung Vibro, Gyeonggi-do, Korea)에 연결하여 진동세기를 조절하였으며, 진동 횟수는 진동기에 타이머(BND-60/G66, Bainian Electric Appliance Co., Ningbo, China)를 연결하여 설정한 시간에 맞추어 진동을 주었다. 실험구는 대조구(control, 진동을 주지 않은 실험구), T1 (65dB(V), 2 times/days 10:00, 19:00) 및 T2 (65dB(V), 4 times/days 10:00, 13:00, 16:00, 19:00)로 설정하여 28일간 진동을 60분동안 주었다. 각각의 진동은 진동측정기(HLVS-01, Hong Rim, Seoul, Korea)를 이용하여 측정하였다(Table 1).

    3. 채혈 및 혈액분석

    혈액채취는 실험개시전 24시간 절식 후, 각 수조당 3마리씩 실험 전(0일)과 7, 14, 21 및 28일째 무작위로 포획하여 300 ppm의 2-phenoxyethanol (Junsei Chemical Co., Tokyo, Japan)로 마취 후, 1 mL 주사기를 이용하여 미병부의 혈관(caudal vein)에서 채혈하였다. 채혈한 혈액은 4 mL 진공채혈 튜브(Sodium Heparin Blood Collection Tubes, BD Vacutainer, New York, USA)에 보관하였다. 혈장분석용 시료는 마이크로 원심분리기(CF-10, Scientific Co., Ltd., Seoul, Korea)를 이용하여 13,500 rpm으로 5분간 분리한 후, 상층액은 0.5 mL plain tube (Fuji plain tube, Fujifilm Co., Tokyo, Japan)에 분주하여, 분석 전까지 –80℃의 초저온 냉동고(CLN-52U, Nihon Freezer, Tokyo, Japan)에 보관하였다. 혈장은 실온에서 20분간 시료를 녹인 후에 분석을 실시하였으며, 코티졸(cortisol) 농도는 면역호르몬측정기(Fuji Dry-Chem Immuno AU10V, Fujifilm Co., Tokyo, Japan)에 v-COR cartridge (Fujifilm Co., Tokyo, Japan)를 삽입한 후 전용 0.5 mL plain tube에 분주하여 분석하였다. 글루코스(glucose), aspartate aminotransferase, (AST), alanine aminotransferase (ALT) 및 총단백질(total protein, TP)은 생화학분석기(Fuji Dry-Chem nx500i, Fujifilm Co., Tokyo, Japan)에 분석 slide를 삽입한 후 전용 0.5 mL plain tube에 분주하여 분석하였다. 혈액은 적혈구 수(red blood cell, RBC), 헤모글로빈(hemoglobin, Hb), 헤마토크리트(hematocrit, Ht)를 분석하였으며, 자동혈액분석기(BC-2800VET, Shenzhen Mindray Bio Medical Electronics Co., Shenzhen, China)를 이용하여 분석하였다. 젖산 농도는 젖산분석기(Lactate pro 2 LT- 1730, Arkray, Kyoto, Japan)로 분석하였다.

    4. 간, 신장 및 장의 조직 관찰

    실험구에서 3마리씩 틸라피아의 간, 신장 및 장 조직을 절취하 였으며, 4% formaldehyde solution에 고정하였다. 조직은 24시간 수세한 뒤, 상법에 따라 단계별 EtOH(70∼100%)에서 탈수 후, xylene으로 투명화하였다. 그 후, 조직 내에 파라핀을 침투시킨 뒤, 파라핀 블록을 제작하였다. 파라핀 블록은 마이크로톰(Leica RM 2145, Leica Microsystems, Wetzlar, Germany)을 사용하여 5 μm의 두께로 연속절편하였으며, 염색은 탈파라핀 및 탈수 후, 헤마톡실린(Haematoxylin, Sigma-Aldrich, Seoul, Korea)과 에오신(Eosin Y-solution 0.5% alcoholic, Sigma-Aldrich, Korea)으로 2중 대비 염색하였다. 조직 샘플은 광학현미경(JT-1600D, J&G international Co., Seoul, Korea)을 이용하여 관찰 후, 현미경 카메라(UCMOS 03100 KPA, Toup Tek, Hangzhou, China)로 촬영하였다.

    5. 성장

    성장은 실험시작시와 실험종료시 실험구별로 전장(total length) 및 체중(body weight)을 측정하였다. 전장은 어체 측정판을 이용하여 0.5 mm 단위까지 계측하였고, 체중은 전자저울(KB-500, Kyungin, Seoul, Korea)로 0.1 g까지 측정하였다. 측정된 어류의 전장과 체중에 따라 각각의 성장 지표는 다음과 같은 식에 의해 분석하였다. 전장성장률(growth rate for total length, GRL%)=(final mean total length-initial mean total length)/initial mean total length×100, 체중 성장률(growth rate for body weight, GRW%)=(final mean body weight-initial mean body weight)/initial mean body weight×100, 사료섭식량(feed intake, FI)=dry feed consumed (g)/fish, 일일성장률(specific growth rate, SGR, % / day)=[Ln final weight (g)-Ln initial weight (g)]/ rearing days×100, 일일사료섭식량(daily feed intake, DFI%)=feed intake/[(initial body weight+final body weight+dead fish body weight)×rearing days/2]×100, 사료효율(feed efficiency, FE%)=(wet weight gain/feed intake)×100, 비만도(condition factor, CF)=(body weight (g)/total length3)×100으로 계산하였다.

    6. 통계분석

    각 실험에서 얻어진 모든 측정값은 평균±표준편차로 나타내었으며, 실험구별 유의차 유무는 일원분산분석(One-way ANOVA)과 Ducan’s test 검정을 사용하여 분석하였다. 차이는 95%에서 유의한 것으로 간주하였으며, 모든 통계적 검정에 P<0.05의 유의수준을 적용하였다(IBM SPSS Statistics V27.0.0 Copyright International Business Machines Co., 1989, 2020, USA).

    결 과

    1. 혈장 성분

    Cortisol 농도는 사육 28일째 T2에서 27.7±1.9 μg/dL로 유의하게 높아졌으며(P<0.05)(Fig 1), 사육 21일째 T1과 대조구에서는 각각 31.7±8.6 μg/dL, 32.3±3.2 μg/dL로 높아졌다(P<0.05). 사육 21일째 대조구와 T1에서 T2 보다 유의하게 높은 값을 보였으나, 28일째에는 T2에서 대조구와 T1에 비해 높아졌다(P<0.05).

    Glucose 농도는 실험기간동안 모든 실험구에서 유의한 차이를 보이지 않았다.

    Lactic acid 농도는 사육 14일째 T1과 T2에서 각각 2.6±0.1 mmol/L, 3.2±0.1 mmol/L로 실험개시전에 비해 높아졌다(P<0.05).

    AST 농도는 실험개시전 100.9±51.2 IU/L로 나타났으며 (Fig 2), 사육 21, 28일째 T2에서 각각 314.0±93.0 IU/L, 462.0±28.3 IU/L로 실험개시전에 비해 유의하게 높아졌다 (P<0.05). 21일째 T1은 323.7±84.0 IU/L로 실험개시전에 비해 유의하게 높아졌다(P<0.05). 반면에, 28일째에는 56.3±20.0 IU/L로 낮아져 실험개시전 수준으로 회복되었다.

    ALT 농도는 실험개시전 11.3±2.2 IU/L로 나타났으며, 사육 7, 14, 21 및 28일째 대조구, T1 및 T2에서 실험개시 전에 비해 각각 11.3±2.2∼29.7±5.9 IU/L, 11.3±2.2∼ 47.0±11.3 IU/L 및 11.3±2.2∼49.0±4.2 IU/L 범위로 높아졌다(P<0.05).

    TP 농도의 변화는 실험개시전 2.6±0.4 g/dL로 나타났으며, 사육 7, 14, 21 및 28일째 T2에서 각각 3.2±0.3 g/dL, 3.3±0.1 g/dL, 3.5±0.1 g/dL 및 3.7±0.2 g/dL로 실험개시 전에 비해 높아졌다(P<0.05). 7, 28일째에는 T1에서 각각 3.6±0.3 g/dL, 4.3±0.3 g/dL로 실험개시전에 비해 높아졌다 (P<0.05).

    2. 혈액의 일반성상 변화

    RBC는 실험개시전 1.4±0.2×106/uL로 나타났다(Table 2). 사육 21일째 T1과 T2에서 각각0.4±0.1×106/uL, 1.1±0.1×106/uL로 실험개시전에 비해 유의하게 낮아졌으며 (P<0.05), 28일째에는 T1에서 다른 실험구에 비해 유의하게 높았다(P<0.05).

    Hb는 실험개시전 9.1±1.0 g/dL로 사육 21일째 T1에서 4.8±1.4 g/dL로 실험개시전에 비해 유의하게 낮아졌으며 (P<0.05), 28일째에는 T1에서 다른 실험구에 비해 유의하게 높았다(P<0.05).

    Ht는 실험개시전 20.0±3.6%로 나타났으며, 사육 21일째 T1에서 4.5±1.2%로 유의하게 낮아졌으나, 28일째에는 25.0 ±2.0%로 실험개시전에 비해 높아졌다(P<0.05).

    3. 간, 신장 및 장의 구조

    실험개시전 정상적인 간 조직상(Fig. 3-Ⓐ)과 실험종료 후, 대조구(Fig. 3-Ⓑ)의 간 조직상은 유사하였다. T1 (Fig. 3-Ⓒ)의 간 조직상은 공포화(vacuolization)와 혈액정맥의 울혈과 확장(congestion and dilation of blood sinusoid), 간세포 비대(hepatocyte hypertrophy)와 핵농축(nuclear pyknosis)과 같은 조직상의 장애가 관찰되었다. T2 (Fig. 3-Ⓓ)의 간 조직상은 공포화와 간세포 비대, 출혈(hemorrhage), 괴사영역(focal area on necrosis), 혈구침윤(infiltration of hemocytes), 핵 농축과 같은 조직상의 장애와 괴사가 관찰되었다.

    실험개시전 정상적인 신장 조직상(Fig. 4-Ⓐ)과 대조구(Fig. 4-Ⓑ)를 비교하였을 때 차이는 보이지 않았으며, 정상적인 사구체(glomerulus)와 이를 둘러싸고 있는 보우만 주머니 (bowman’s capsule), 집합세관(collecting tubule), 신세뇨관(renal tubules) 및 사이질세포(interstitial cells)가 관찰되었다. T1 (Fig. 4-Ⓒ)과 T2 (Fig. 4-Ⓓ)에서는 실험개시전과 대조구에 비해 멜라닌 대식 세포(melanomacrophage)의 빈도가 많아진 것으로 관찰되었으며, T2에서는 간질 부종(interstitial edema)이 관찰되었다.

    실험개시전 정상적인 장 조직상(Fig. 5-Ⓐ)과 대조구(Fig. 5-Ⓑ)를 비교하였을 때 실험개시전과 대조구에서의 장 조직 상에서는 정상적인 배상세포(goblet cells), 상피내 림프구(Intraepithelial lymphocytes), 고유판(lamina propria), 점막근(muscularis) 및 점막밑층(submucsa)이 관찰되었다. 반면에, T1 (Fig. 5-Ⓒ)에서는 호산 과립백혈구(eosinophilic granulocytes)가 대조구에 비해 약간 증가하였으며, T2 (Fig. 5-Ⓓ)에서는 장 조직에서 괴사(necrosis)가 관찰되었다.

    4. 성장

    전장은 실험개시전 10.75±0.05 cm로 측정되었으며, 사육 28일째 대조구, T1 및 T2에서 각각 11.15±0.09 cm, 10.95±0.16 cm 및 11.04±0.10 cm로 측정되었다(Table 3). T1과 T2에서 전장성장이 대조구에 비해 낮았으나, 유의한 차이는 보이지 않았다(P>0.05). 체중성장은 실험개시전 19.57±1.35 g로 측정되었으며, 실험종료시 각각 20.42±0.33 g, 20.14±0.29 g 및 19.92±0.28 g로 T2에서 다른 실험구에 비해 낮은 체중성장을 보였지만, 차이는 보이지 않았다 (P>0.05).

    실험기간 중 사료공급에 따른 GRL은 대조구, T1 및 T2에서 각각 3.72±0.81%, 1.86±1.48% 및 2.69±0.91%로 나타났다(P>0.05). GRW는 대조구, T1 및 T2에서 각각 4.34%, 2.95±1.47% 및 1.79±1.41%로 나타났으며, T2에서 다른 실험구에 비해 낮은 성장률을 보였으나 유의한 차이는 보이지 않았다(P>0.05). FI는 각각 3.43±0.54, 3.76±0.25 및 3.59±0.71로 조사되었고, T1과 T2에서 대조구보다 약간 높은 수준을 보였으나 차이는 보이지 않았다(P>0.05). SGR은 대조구, T1 및 T2에서 각각 0.15±0.06%, 0.10±0.05% 및 0.06±0.05%로 나타났으며, T2에서 다른 실험구에 비해 낮았으나 유의한 차이는 보이지 않았다(P>0.05). DFI는 대조구, T1 및 T2에서의 각각 0.82±0.13%, 0.85±0.06% 및 0.82±0.16%로 T1에서 대조구와 T2 보다 약간 높은 수준을 보였으나, 차이는 보이지 않았다(P>0.05). FE는 대조구, T1 및 T2에서 각각 6.18±1.46%, 3.89±1.79% 및 2.27±1.70%로 나타났으며, T2에서 다른 실험구에 비해 낮았으나, 유의한 차이는 보이지 않았다(P>0.05). 비만도는 대조구, T1 및 T2에서 각각 1.47±0.04, 1.54±0.05 및 1.48±0.04로 T1에서 다른 실험구에 비해 높았으나, 유의한 차이는 보이지 않았다(P>0.05).

    고 찰

    인위적인 소음과 진동은 급성 또는 만성적인 영향을 일으켜 어류의 신체적, 생리적, 행동 변화 및 폐사를 일으킬 수 있다 (Badlowski et al., 2024). 스트레스에 노출된 어류는 혈액 성상(RBC, Hb, Ht), 에너지 대사(glucose, total protein) 등과 같은 생리적 조건에 영향을 미치며, 이는 어류의 질병 및 건강 상태를 결정하는데 중요한 지표로 이용된다(Yilmaz et al., 2018). 어류는 스트레스 요인에 대응하기위해, 시상하부 (hypothalamic)-뇌하수체(pituitary)-부신(adrenal)/신장 (interrenal) 축의 활성화를 통해 적응 과정을 거친다. Cortisol 의 분비는 수온 자극(heat shock) 및 핸들링(handling) 등의 다양한 스트레스 자극에 의해 발생한다(Sadoul and Geffroy, 2019). 대부분의 어류에서 cortisol은 HPI 축에서 생성되는 주요 코르티코스테로이드(corticosteroid)로 해당과정(glycolysis) 및 포도당신생합성(gluconeogenesis) 통해 에너지원을 동원함으로써 스트레스 상황에서 항상성을 유지한다고 보고되었다 (Sadoul and Geffroy, 2019). 본 연구에서 진동에 따른 cortisol 농도는 21일째 대조구와 T1에서 각각 32.3±3.2 μg/dL, 31.7±8.6 μg/dL으로 유의하게 높아졌다. 28일째 cortisol 농도는 대조구와 T1에서 각각 14.6±3.2 μg/dL, 23.1±4.9 μg/dL로 감소하여 실험개시전(13.7±3.2 μg/dL)과 유사한 농도 값을 보였다. 반면에 T2는 실험기간동안 점차 증가하는 경향을 보였으며, 28일째 27.7±1.9 μg/dL로 다른 실험구에 비해 유의하게 높게 나타났다. Fang et al. (2023)은 gentian groupers (Epinephelus fuscoguttatus ♀ ×Epinephelus lanceolatus ♂)에서 운송 중 발생하는 진동이 cortisol 농도를 증가시켰다고 보고하였다. 강담돔(Oplegnathus punctatus)을 사용한 Xie et al. (2023)은 가두리양식장 운송 중 발생하는 진동스트레스 실험구가 대조구와 핸들링 스트레스에 비해 cortisol 농도를 증가시켰으며, 72시간 이후에 회복되었다고 하였다. Kim et al. (2018)은 뱀장어(Anguilla japonica)에서 진동자극에 따른 cortisol 농도는 58 (dB(V))에서 1일째 43.1±4.8 ng/mL로 최고값을 나타내고, 68 (dB(V))에서는 실험기간동안 14.4±2.3 ng/mL~32.0±5.7 ng/mL 범위로 증가하여 실험종료시까지 cortisol 농도를 회복하지 못하였다고 보고하였다. 유사한 결과를 보였으며, cortisol 농도의 차이는 어류의 종류에 따른 생태적 특성과 관련이 있을 수 있으며 (Koakoski et al., 2012), 저서성인 뱀장어에 비해 gentian groupers, 강담돔 및 틸라피아는 유영성이기 때문에 진동에 의한 민감도 차이가 나타난 것으로 추측된다. 결과적으로 65 (dB(V))의 진동 자극은 틸라피아에서 스트레스로 작용하여 점진적으로 cortisol 농도를 증가시킨 것으로 판단된다.

    Glucose 농도의 증가는 스트레스에 대한 2차 반응의 지표로 사용된다고 알려져 있다(Odhiambo et al., 2020). Smith et al. (2004)는 금붕어(Carassius auratus)에서 160∼170 dB re 1μ㎩ (160~170 dB(V)) 수중소음을 주었을 때 급성(0, 10 and 60 min) 및 만성(21 days) 소음 실험 중 급성 실험의 경우, cortisol 농도를 증가시켰지만, glucose 농도에는 영향을 미치지 않았으며, 만성 실험에서는 cortisol과 glucose 농도에 영향을 주지 않았다고 하였다. 반면에, Reboucas et al. (2019)는 운송 시 발생하는 진동이 틸라피아의 glucose 농도를 증가시켰다고 보고하였다(대조구: 75.57±24.78 g/dL, 운송 후: 95.53 ±27.43 g/dL). 본 연구에서 glucose 농도는 모든 실험구에서 유의한 차이를 보이지 않았으며, 정상범위 내에 값으로 나타났다. 이러한 결과는 수중에서의 소음 및 진동 세기의 차이로 추측되며 어류의 종 특이성에 따라 다양한 생리적 반응이 나타나기 때문으로 추측된다.

    AST와 ALT 농도는 간 건강도 지표, 스트레스 효소로 분류되며 간, 신장과 같은 조직의 장애를 나타내는 지표로 알려져 있다(Al-Khshali et al., 2019). 이와 같은 아미노기전이효소 는 정상적일 경우, 세포 내에서 존재하지만 스트레스로 인해 어류의 간과 신장이 손상되면 효소를 방출하여 혈액 내 농도가 증가한다고 하였다(Casanovas et al., 2021). TP는 대사산물 운반, 면역체계, 삼투압조절과 같은 광범위한 기능을 수행하고 영양상태 확인하는 간접적인 지표로 알려져 있다(Esmaeili, 2021). Xie et al. (2023)는 운송과정 중 발생하는 진동이 강담돔에서 AST와 ALT 농도가 핸들링 스트레스(50%이상)에 비해 68.52%로 증가하였다고 보고하였다. Crimson snapper (Lutjanus campechanus)는 75~165 범위의 진동이 증가함에 따라 TP 농도가 증가하였으며, 이는 스트레스로 인해 많은 양의 에너지를 필요로 하여 증가하였다고 보고하였다(Li et al., 2023). 따라서 본 연구에서 나타난 AST, ALT 및 TP 농도의 증가는 진동자극이 스트레스를 일으켜 간 효소 및 간과 신장의 조직상에 영향을 미친 것으로 판단된다.

    혈액성상은 어류의 생리적 상태를 직접적으로 나타내며, 다양한 스트레스 요인의 영향을 받는 어류의 건강을 모니터링 하는데 중요한 지표로 사용된다(Fazio, 2019). Dog snapper (Lutjanus jocu)는 운송 1시간 후, Hb가 증가한 것으로 보고 되었으며(Oliveira et al., 2018), Spotted sorubim (Pseudoplatystoma corruscans)는 12시간 운송 시 RBC, Hb 및 Ht가 증가된 것으로 보고되었다(Fagundes and Urbinati, 2008). 반면에, Reboucas et al. (2019)는 운송과정 중 발생한 진동에 의해 Hb와 Ht가 유의하게 낮아졌다고 보고했다. 낮아진 RBC, Hb 및 Ht는 산소 부족을 일으킬 수 있으며, 세포의 정상적인 기능을 저해할 수 있다고 보고하였다(Ranzani-Paiva and Silva-Souza, 2004). 본 연구에서 진동자극에 의한 스트레스로 인해 산소 결핍이 발생하였으며, 추가적인 산소공급을 위해 RBC, Hb 및 Ht를 증가시킨 것으로 판단된다.

    소음과 진동은 스트레스로 작용할 수 있으며, Min (2010)은 장기적인 스트레스는 어류의 성장을 지연시킨다고 보고하였다. Kusku et al. (2020)는 120일간의 76.42±6.62 dB re 1μ㎩ (76.42±6.62 dB(V))의 드릴소리와 80.26±7.25 dB re 1μ㎩ (80.26±7.25 dB(V))의 항타소리는 틸라피아의 성장을 지연시켰으며, 실험종료시 대조구(25.42±0.68)가 실험구(드릴소리: 3.56±0.68, 항타소리: 23.25±0.79)에 비해 유의하게 높아졌다고 보고하였다. 반면에, 본 연구에서 진동자극에 따른 틸라피아의 성장, GRL, GRW, SGR 및 FE는 유의한 차이를 보이지 않았다.

    본 연구의 결과, 진동자극은 틸라피아의 생리적 활성을 낮춰 1차 스트레스 지표(cortisol 농도 증가), 2차 스트레스 지표(AST, ALT 농도 증가), 조직변화(liver, kidney) 및 3차 스트레스 지표(성장 감소)에 부정적인 영향을 미친 것으로 판단된다. 양식장 주변에서 발생하는 인위적인 소음과 진동은 어류의 생리적 변화를 일으킬 수 있기 때문에 다양한 양식어종별 생리적 반응 결과들은 조사분석할 필요성이 제기된다.

    사 사

    본 연구는 2025년도 해양수산부 재원으로 해양수산과학기술 진흥원의 순환여과식 뱀장어 양식장 수질 및 질병 관리를 위한 ICT 기반의 자동화 시스템 개발(20220096) 지원을 받아 수행 되었습니다.

    Figures

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    Variations of plasma cortisol, glucose and lactic acid of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to the vibration stimulation for 28 days. Different alphabet letters on the same color bars are significantly different (P<0.05). Asterisks significant differences among different groups on the same days (P<0.05).

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    Variations of plasma aspartate aminotransferase (AST), alanine aminotransferase (ALT), total protein (TP) of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to the vibration stimulation for 28 days. Different alphabet letters on the same color bars are significantly different (P<0.05). Asterisks significant differences among different groups on the same days (P<0.05)

    JMLS-10-1-34_F3.gif

    Photomicrographs of hepatocytes of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to the vibration stimulation of 28 days. Ⓐ: Initial, Ⓑ: Control, Ⓒ: T1, Ⓓ: T2. CV: central vein, BD: bile duct, BV: blood vessel, CO: congestion and dilation of blood sinusoid, FAN: focal area on necrosis, H: hepatocytes, HH: hepatocyte hypertrophy, HR: hemorrhage, I: infiltration of hemocytes, NP: nuclear pyknosis, RBC: red blood cell, VA: vacuolization. (H&E stain, scale bar =50 ㎛).

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    Photomicrographs of body kidney of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to the vibration stimulation of 28 days. Ⓐ: Initial, Ⓑ: Control, Ⓒ: T1, Ⓓ: T2. BC: bowman’s capsules, CT: collecting tubules, G: glomerulus, IC: interstitial cells, IE: interstitial edema, MM: melanomacrophage, RT: renal tubules. (H&E stain, scale bar =50 ㎛).

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    Photomicrographs of intestine of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to the vibration stimulation of 28 days. Ⓐ: Initial, Ⓑ: Control, Ⓒ: T1, Ⓓ: T2. EG: eosinophilic granulocytes, GC: goblet cells, IL: intraepithelial lymphocytes, LP: lamina propria, M: muscularis, N: necrosis, SM: submucosa. (H&E stain, scale bar =50 ㎛).

    Tables

    Experimental conditions and rearing environment

    DO: dissolved oxygen, NVS: no vibration stimulation, T1: treatment 1, T2: treatment 2, WT: water temperature.

    Variations of blood RBC, Hb, Ht of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to the vibration stimulation of 28 days

    Values within the same column with different superscripts are significantly different (P<0.05). Asterisks significant differences among different groups on the same days (P<0.05).

    Growth performance of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) reared during vibration stimulation of 28 days

    The values are mean±D(n=11). Values within the same column with different superscripts are significantly different (P <0.05). Asterisks significant differences among different groups on the same days (P <0.05).
    1GRL (growth rate for total length)=(final mean total length)-(initial mean total length)/initial mean total length×100. 2GRW (growth rate for body weight)=(final mean body weight)-(initial mean body weight)/initial mean body weight×100. 3Feed intake=dry feed consumed (g)/fish. 4Specific growth rate=[Ln final weight (g)-Ln initial weight (g)]/rearing days×100. 5Daily feed intake=feed intake/[(inital body weight+final body weight+dead fish body weight)×rearing days/2]×100. 6Feed efficiency=(wet weight gain/feed intake)×100. 7Condition factor=(body weight/total length3)×100.

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